Տեղեկատվություն

Քանի՞ գեն ունի D. melanogaster- ը:


Ակնհայտ է, որ 100% ճշգրիտ թիվ չկա, բայց ես դրան հանդիպեցի flybase- ում ՝ ծանոթագրության ոսկու ստանդարտում: Ես հիմա շփոթված եմ. «Գենոմը տեղակայված գեները», դա՞ եմ ես փնտրում: Եթե ​​այո, ապա ի՞նչ է նշանակում «գեներ, որոնք տեղակայված չեն գենոմում»:


ԽՄԲԱԳՐԵԼ

Անձնական նամակագրություն FlyBase.org- ի ներկայացուցչին

FlyBase- ում մենք ավելի քան 20 տարի տեղեկատվություն ենք հավաքում գեների և ֆենոտիպերի մասին, ներառյալ ՝ ավելի հին փաստաթղթերից և ռեսուրսներից ստացված տեղեկատվությունը: Մենք նշում ենք գենային մոդելներ Drosophila melanogaster գենոմի հավաքածուի վրա և հնարավորության դեպքում այդ ծանոթագրությունները կապում ենք գենի մասին հայտնի այլ տեղեկությունների հետ (օրինակ ՝ ֆենոտիպ, գործառույթ և այլն): Այնուամենայնիվ, որոշ դեպքերում, հատկապես այն գեների և ֆենոտիպերի համար, որոնք նկարագրված էին հին գրականության մեջ մինչև գենոմի հաջորդականացումը, մենք դեռևս որոշակի տեղեկություններ ունենք այդ գեների մասին, սակայն չենք կարողացել այդ տեղեկատվությունը կապել գենոմի անոտացիայի հետ: Դրանք այն են, ինչ մենք անվանում ենք ոչ տեղաբաշխված գեներ (այսինքն `նրանք, ովքեր չունեն գենոմի վրա ծանոթագրություն):


Դրոսոֆիլա մելանոգաստեր որպես միտոքոնդրիալ կենսաբանության ուսումնասիրության մոդելային համակարգ

Միտոքոնդրիան էական դեր է խաղում բջջային հոմեոստազի մեջ: Թեև վերջին մի քանի տասնամյակների ընթացքում մեր գիտելիքները միտոքոնդրիայի վերաբերյալ զգալիորեն աճել են, սակայն միտոքոնդրիալ կենսագենեզի վերահսկման մեխանիզմները մեծապես անհայտ են մնում: Հզոր գենետիկան Դրոզոֆիլա զուգակցված բազմաթիվ հասանելի բջջային և մոլեկուլային կենսաբանության տեխնիկայի հետ, այս օրգանիզմը դարձնում է հիանալի համակարգ միտոքոնդրիային ուսումնասիրելու համար: Այս գլխում մենք հակիրճ կքննարկենք, թե ինչ հնարավորություններ կան Դրոզոֆիլա առաջարկում է որպես մոդելային համակարգ և մանրամասն նկարագրում, թե ինչպես կարելի է մաքրել միտոխոնդրիաները Դրոզոֆիլա և կատարել զարգացման գենի արտահայտման վերլուծություն ՝ օգտագործելով տեղում հիբրիդացում


Մեջբերման մենեջերի ձևաչափեր

Հեղինակներ ՝ Մարկ Դ. Ադամս, Սյուզան Է. Սելնիկեր, Ռոբերտ Ա. Հոլտ, Շերիլ Է. Էվանս, nաննին Դ. Գոկեյն, Պիտեր Գ. , Reed A. George, Suzanna E. Lewis, Stephen Richards, Michael Ashburner, Scott N. Henderson, Granger G. Sutton, Jennifer R. Wortman, Mark D. Yandell, Qing Zhang, Lin X. Chen, Rhonda C. Brandon, Yu-Hui C. Rogers, Robert G. Blazej, Mark Champe, Barret D. Pfeiffer, Kenneth H. Wan, Clare Doyle, Evan G. Baxter, Gregg Helt, Catherine R. Nelson, George L. Gabor, Miklos, Josep F Աբրիլ, Աննա Ագբայանի, Հուի-Jinին Ան, Սինտիա Էնդրյուս-Պֆանկոչ, Դանիտա Բոլդուին, Ռիչարդ Մ. Բալյու, Անանդ Բասու, Jamesեյմս Բաքսենդեյլ, Լեյլա Բայրաքթարօղլու, Էլեն Մ. Բիսլի, Կարեն Յ. Բիսոն, ՊՎ Բենոս, Բենջամին Պ. Բերման , Deepali Bhandari, Slava Bolshakov, Dana Borkova, Michael R. Botchan, John Bouck, Peter Brokstein, Phillipe Brottier, Kenneth C. Burtis, Dana A. Busam, Heather Butler, Edouard Cad ieu, Անժելա կենտրոն, Իշվար Չանդրա, Ջ. Դոդսոն, Լիզա Ի. Դաուպ, Մայքլ Դաունս, Շենոն Դուգան-Ռոշա, Բորիս Կ. Դունկով, Պատրիկ Դանն, Քենեթ Ջ. Neha S. Garg, William M. Gelbart, Ken Glasser, Anna Glodek, Fangcheng Gong, J. Harley Gorrell, Zhiping Gu, Ping Guan, Michael Harris, Nomi L. Harris, Damon Harvey, Thomas J. Heiman, Judith R. Hernandez , Jarrett Houck, Damon Hostin, Kathryn A. Houston, Timothy J. Howland, Ming-Hui Wei, Chinyere Ibegwam, Mena Jalali, Francis Kalush, Gary H. Karpen, Zhaoxi Ke, James A. Kennison, Karen A. Ketchum, Bruce Է. Քիմել, Չինապպա Դ. Կոդրա, Շերիլ Կրաֆտ, Սաուլ Կրավից, Դեյվիդ Կուլպ, Չժոնգվու Լայ, Փոլ Լ. asko, Yiding Lei, Alexander A. Levitsky, Jiayin Li, Zhenya Li, Yong Liang, Xiaoying Lin, Xiangjun Liu, Bettina Mattei, Tina C. McIntosh, Michael P. McLeod, Duncan McPherson, Gennady Merkulov, Natalia V. Milshina, Clark Մոբարրի, Ջո Մորիս, Ալի Մոշրեֆի, Սթիվեն Մ. Մաունթ, Մի Մոյ, Բրայան Մերֆի, Լի Մերֆի, Դոննա Մ. Մուզնի, Դեյվիդ Լ. Նելսոն, Դեյվիդ Ռ. Նելսոն, Քիթ Ա. Նելսոն, Քեթրին Նիքսոն, Դեբորա Ռ. Նուսկեր Anոան Մ. Պակլեբ, Մայքլ Պալացոլո, angeանգե Պ. Կիամոս, Մայքլ Սիմփսոն, Մարիան Պ. Սկուպսկի, Թոմ Սմիթ, Յուջին Սփայեր, Ալլան Ս. Սփրադլինգ, Մարկ Սթեփլթոն, Ռենե Սթրոնգ, Էրիկ Սուն, Ռոբերտ Սվիրսկաս, Սինդի Տեկտոր, Ռասել Թերներ, Էլի Վենտեր, Այհուի Հ. Վանգ Վանգ, Չժեն-Յուան Վանգ, Դեյվիդ Ա. Վասարման, Ջորջ Մ. Վայնստոկ, Ժան Վայսենբախ, Շերիտա Մ. Williams, Trevor Woodage, Kim C. Worley, David Wu, Song Yang, Q. Alison Yao, Jane Ye, Ru-Fang Yeh, Jayshree S. Zaveri, Ming Zhan, Guangren Zhang, Qi Zhao, Liansheng Zheng, Xiangqun H. Zheng Ֆեյ Ն. Չժոնգ, Վենյան Չժոնգ, Սյաոժուն Չժու, Շիաոպինգ Չժու, Սյաոհոնգ Ժու, Համիլթոն Օ. Սմիթ, Ռիչարդ Ա. Գիբս, Յուջին Վ. Մայերս, Ջերալդ Մ. Ռուբին, Ջ. Քրեյգ Վենտեր


Արդյունքները

Իմունոֆլուորեսցենտ ներկումը ցույց է տալիս, որ D. virilis կետային քրոմոսոմը հիմնականում էուխրոմատիկ է, ի տարբերություն հետերոխրոմատիկի D. melanogasterկետային քրոմոսոմ

-ի կետային քրոմոսոմը D. melanogaster հիմնականում հետերոխրոմատիկ է, էվրոմատինի որոշ միջերեսային տիրույթներով [24]: իմունֆլյուորեսցենտային ներկում D. melanogaster պոլիտենի քրոմոսոմները, որոնք օգտագործում են HP1 հակամարմինները, ցույց են տալիս շերտավոր նախշը կետային քրոմոսոմի վրա: Բազմաթիվ տեսակներ Դրոզոֆիլա սերտորեն կապված սեռի հետ D. melanogaster կիսել այս ներկման օրինակը, ներառյալ D. simulans, Դ.յակուբա, և D. pseudoobscura (տվյալները ցուցադրված չեն): Մեջ D. melanogaster, լիզին 9-ում մեթիլացված հիստոն H3-ի դեմ հակամարմինով ներկումը (anti-H3K9me) համընկնում է HP1 ներկման հետ՝ մի փոքր ավելի ցածր մակարդակով, քան տեսանելի է պերիկենտրոն հետերոքրոմատինում [21] (Նկար 1ա): Ի հակադրություն, կետային քրոմոսոմը D. virilis չի ներկվում ոչ հակա-HP1 և ոչ հակա-H3K9me- ով (Նկար 1 բ) ՝ աջակցելով այն եզրակացությանը, որ կետային քրոմոսոմի շերտավորված հատվածը D. virilis ընդհանուր առմամբ էվրոմատիկ է:

Ֆոսմիդների նույնականացում կետային քրոմոսոմից D. virilis

-Ի քրոմոսոմները D. virilis հակված են քարտեզագրել քրոմոսոմների համապատասխան հատվածներին D. melanogaster [39]: Մենք համեմատեցինք վերջերս տեղադրված գենոմային հաջորդականությունը D. pseudoobcura [37, 40] -ի հետ D. melanogaster կետային քրոմոսոմի գեները `փնտրելու հաջորդականության բավարար նմանության շրջաններ` որպես պահպանված հիբրիդացման զոնդեր հանդես գալու համար: Theանկալի զոնդերը (տես Նյութեր և մեթոդներ) ռադիոապիտակավորվեցին և օգտագործվեցին ա D. virilis գենոմային գրադարան (BDVIF01 fosmids, Tucson լարում 15010-1001.10, առկա է մեկ զտիչի վրա նկատված) ցածր խստությամբ: Դրական կլոնները ստուգվել և բնութագրվել են տեղում հիբրիդացում պոլիտենային քրոմոսոմներին երրորդ հասակի թրթուրի թքագեղձերից D. virilis. Նմուշի արդյունքները ցույց են տրված Նկար 2 -ում: Տասնմեկ ֆոսմիդներ վերականգնվել են կետային քրոմոսոմի համաչափությամբ D. virilisև յոթ ֆոսմիդներ վերականգնվեցին հիմնական քրոմոսոմների բազուկների համանմանությամբ: Հիման վրա տեղում հիբրիդացման արդյունքները, կետային քրոմոսոմի վրա ֆոսմիդային կլոնների կարգը հետևյալն է. 30, 103 և 106 կոնտիգները, ըստ երևույթին, կուտակված են 67, 72 և 91 ցենտրոմերային կոնտիգների մոտ, որոնք գտնվում են քրոմոսոմի մեջտեղում, և 50 և 113 գործարանները հիբրիդացվում են: տելոմերների մոտ: Կա նաև մի փոքր ազդանշան ՝ տելոմերայի մոտ գտնվող կոնտիգ 30 -ով, ինչը կարող է լինել քրոմոսոմի բազմաթիվ շրջաններում առկա կրկնվող տարրի արդյունք:

Տեղում ֆոսմիդների հիբրիդացումները դեպի D. virilis պոլիտենի քրոմոսոմներ. Ֆոսմիդ ԴՆԹ -ն պիտակավորվել և օգտագործվել է դրա համար տեղում հիբրիդացում դենատուրացված պոլիտենային քրոմոսոմների վրա D. virilis. Examplesույց է տրված երեք օրինակ (ձախից աջ. Կոնտակտներ 106, 72, 113), որոնք ցույց են տալիս հիբրիդացում կետային քրոմոսոմի (նետի գլխի) որոշակի գոտու վրա: Որոշ դեպքերում ազդանշանն ասոցացվում է քրոմակենտրոնի հետ, հավանաբար, կետի վրա գտնվող խմբի հետ կիսվող կրկնվող հաջորդականությունների պատճառով: Տեղում հիբրիդացումներն իրականացվել են կետային քրոմոսոմի յուրաքանչյուր կոնգրեսից առնվազն մեկ ֆոսմիդով `նմանատիպ արդյունքներով (տվյալները չեն ցուցադրվում): Տես Աղյուսակ 1-ը մյուս ֆոսմիդների քրոմոսոմային տեղակայման համար:

Ֆոսմիդի հաջորդականացում և ծանոթագրություն

Էկրանից վերականգնված 18 ֆոսմիդները հաջորդականացվել են Վաշինգտոնի համալսարանի բժշկական դպրոցի Գենոմի հաջորդականացման կենտրոնի հետ համատեղ: Պատրաստվել են պլազմիդային ենթակլոնային գրադարաններ և յուրաքանչյուր ֆոսմիդից մոտավորապես 600 ենթակլոններ վերջնական հաջորդականացվել են: Հերթականությունները հավաքվել և բարձր որակով ավարտվել են Վաշինգտոնի համալսարանի բակալավրիատի ուսանողների կողմից Bio 4342 «Հետազոտություններ գենոմիկայի հետազոտություններ» դասընթացում ՝ օգտագործելով ֆրեդ, phrap, և զիջել [41–43]: Ավարտված հաջորդականությունները ունեին 0,01%-ից պակաս սխալի գնահատված գործակից և ցույց տվեցին սիլիցիումի մեջ սահմանափակող մարսումներ, որոնք համընկնում են սկզբնական ֆոսմիդից ստացված մարսողություններին առնվազն երկու ֆերմենտով: Ուսանողները նշեցին ավարտված հաջորդականությունները ՝ փնտրելով գեներ, կրկնվող տարրեր և այլ հատկություններ, ինչպես նկարագրված է Նյութերում և մեթոդներում: Չորս զույգ ֆոսմիդներ ունեն նշանակալի հաջորդականության համընկնում: Յուրաքանչյուր զույգ փլուզվել է ոչ ավելորդ հաջորդականության մեկ կոնտիգի մեջ (կոնտակտներ 30, 50, 67 և 80):

Նախնական ծանոթագրությունը կենտրոնացած էր գենի հայտնաբերման վրա: D. virilis էվոլյուցիոն առումով բավական մոտ է դրան D. melanogaster որ սպիտակուցային կոդավորման շրջանները լավ պահպանված են: Գեների կանխատեսման ալգորիթմները և տեղային հավասարեցման որոնման գործիքները (օրինակ ՝ GENSCAN և BLAST տե՛ս Նյութեր և մեթոդներ) օգտագործվել են գեների անոտացիայի և ինտրոն-էզոնային սահմանների որոշման համար: Շատ դեպքերում հնարավոր է եղել հայտնաբերել գենի ծածկագրման ամբողջ շրջանը, սակայն հաջորդականության տարբերությունների բարձր մակարդակը անհնար է դարձրել չթարգմանվող շրջանների սահմանումը [36]: -ի համեմատությունը D. virilis կոնտիգեր՝ հոմոլոգ շրջաններով D. melanogaster կետային քրոմոսոմը հայտնաբերեց որոշակի տարածաշրջաններ, որտեղ պահպանվել է սինթենիան, ինչպես նաև այն շրջանները, որտեղ շրջադարձեր են տեղի ունեցել: Նկար 3 -ը ցույց է տալիս երկուսի համեմատություն D. virilis contigs հետ հոմոլոգ շրջանների ից D. melanogaster քրոմոսոմներ. Մանրամասն անոտացիայի արդյունքներ և համեմատություններ մյուս անհատի միջև D. virilis ֆոսմիդները և նրանց հոմոլոգ շրջանները D. melanogaster հասանելի են որպես Լրացուցիչ տվյալների ֆայլ 1 (կետային քրոմոսոմների հաջորդականություններ) և Լրացուցիչ տվյալների ֆայլ 2 (ոչ կետային քրոմոսոմների հաջորդականություններ): Նշենք, որ լարվածությունը D. virilis Այստեղ օգտագործված շտամը տարբերվում է վերջերս հաջորդականացվածից (Agencourt Bioscience Corporation, Beverly, MA, ԱՄՆ): Երկու շտամները տարբերվում են մոտ 1% հիմքի փոխարինումներով, բազմաթիվ ներդիրներով կամ ջնջումներով (indels), սակայն ցույց են տալիս նմանատիպ կազմակերպություն գեների մակարդակում (CDS, չհրապարակված դիտարկում): Այստեղ օգտագործված կլոնների վրա հիմնված հաջորդականությունն ավելի ճշգրիտ եզրակացությունների է հանգեցնում այն ​​շրջաններում, որոնք շատ կրկնվող են, և հաջորդականությունները, որոնք, ամենայն հավանականությամբ, բաց են թողնվում որսորդական հրացանի ամբողջ գենոմի տեխնիկայում [38]:

Քարտեզ երկու նմուշի կոնտիգների համար D. virilis (Dv) համեմատած համասեռ շրջանների հետ D. melanogaster (Dm) գենոմ. Ownույց են տրված երկու կոնտիգներ D. virilis համապատասխան մարզերի հետ D. melanogaster. Յուրաքանչյուր դիագրամի վերևում նշված են կոդավորման հաջորդականությունները (մուգ կապույտ վանդակները): -ի դեպքում D. melanogaster, հաստ մուգ կապույտ սանդղակը ցույց է տալիս բաց ընթերցման շրջանակներ (ORF), իսկ բարակ ջրային սանդղակը ցույց է տալիս UTR- ները, որոնց համար որոշվում են միայն ORF- ները D. virilis. Կրկնվող հաջորդականությունները ներկայացված են ստորև. Կարմիր տուփերը ԴՆԹ -ի տրանսպոզոնային բեկորներ են, իսկ մյուս կրկնվող տարրերը ներկայացված են դեղին տուփերի տեսքով: (ա) Contig 112- ը ներկայացնում է կլոն ՝ մեկի մեծ քրոմոսոմներից մեկից D. virilis. Մինչդեռ կողմնորոշումները Էգֆր եւ CG10440 միմյանց նկատմամբ նույնն են, երկու գեների միջև մեծ տանդեմ կրկնություն կա D. virilis, բայց ոչ ներս D. melanogaster. բ) Կոնտիգ 67 -ը ներկայացնում է կլոն ՝ կետային քրոմոսոմից D. virilis. Գենոմային շրջանի կառուցվածքը նման է դրան համապատասխան տարածաշրջանին D. melanogaster, բայց այնտեղ ավելի շատ միջգենային տարածք կա D. virilis, մինչդեռ D. melanogaster, ինտրոններում ավելի շատ փոխադրվող տարրեր կան։ Այստեղ նկարագրված բոլոր ֆոսմիդները՝ հոմոլոգ շրջաններով D. melanogaster նույն կերպ են նշվել, քարտեզները հասանելի են Լրացուցիչ տվյալների ֆայլերում: Մասշտաբ. Մեկ բաժանումը հավասար է 5 կբ -ի:

Աղյուսակ 1 -ը ցույց է տալիս հաջորդականությամբ կազմված բոլոր սարքերը ՝ տալով դրանց ընդհանուր չափերը, նշելով ծանոթագրված գեները և տրամադրելով կլոնների անուններ (BACPAC կենտրոն): Տեղում հիբրիդացման արդյունքները բացահայտեցին ֆոսմիդները որպես կետային քրոմոսոմի կամ հիմնական D. virilis քրոմոսոմ Փակագծերում յուրաքանչյուր գենին հաջորդում է գենի քրոմոսոմային դիրքը գենոմում D. melanogaster. Նկար 4-ը քարտեզագրում է կոնտիգերը կետային քրոմոսոմից D. virilis -ի կետային քրոմոսոմին D. melanogaster հիմնված օրթոլոգիական գեների առկայության վրա: Շարքերից երեքը (67, 106 և 113) ամբողջովին սինթետիկ են ՝ կապված D. melanogaster կետային քրոմոսոմ: Մեկ կոնտիգը ՝ 103 -ը, կետային քրոմոսոմից իր գեների նկատմամբ ամբողջովին սինթենիկ է, բայց նաև պարունակում է CG5367, գեն երկրորդ քրոմոսոմից D. melanogaster. Չորս կոնտիգ (30, 72, 50 և 91) պարունակում են գեներ, որոնք բացառապես քրոմոսոմի կետերից են. D. melanogaster բայց ցույց են տալիս մեծ թվով շրջադարձերի մասին ապացույցներ D. melanogaster քրոմոսոմ Օրինակ, contig 30 -ը պարունակում է երկուսն էլ թավա եւ Գլխարկներ, գեներ, որոնք գալիս են հակառակ հատվածներից D. melanogaster կետային քրոմոսոմ: (Այս վերադասավորումը նկատվել է նաև ավելի վաղ ուսումնասիրությունների ժամանակ [31]) D. virilis կետային քրոմոսոմի կլոններ, միայն մեկը գտնվում է քրոմոսոմի մեկ այլ վայրում D. melanogaster գենոմը. Մեջ D. virilis հիմնական քրոմոսոմների կոնտակտները, չորս (կոնտիգներ 13, 112, 121, 122) ամբողջովին սինթետիկ են ՝ համեմատած համասեռ գենային շրջանների հետ D. melanogaster, և երկուսը (կոնտակտներ 11 և 80) ցույց են տալիս հակադարձումներ քրոմոսոմների ներսում: Միայն մեկ հիմնական քրոմոսոմային կոնտիգ (80) պարունակում է գեն, որը գտնվում է կետային քրոմոսոմի վրա D. melanogaster. Կցեք 80 քարտեզներ գլխավոր թեւին D. virilis այն պարունակում է D. melanogaster կետային քրոմոսոմային գեն CG1732 կողքին մի քանի գեն D. melanogaster քրոմոսոմ 3. Ընդհանուր առմամբ, հաջորդականացված ֆոսմիդները ներկայացնում են 372,650 bp հաջորդականություն կետային քրոմոսոմից D. virilis և 273,110 bp հաջորդականություն հիմնական քրոմոսոմներից: D. virilis 72 -րդ և 91 -րդ կետային քրոմոսոմից և 11 -ից 80 -ը հիմնական բազուկներից ցույց տվեցին այնքան վերադասավորում, որ անհնար էր ճշգրիտ համասեռ տարածք (ներ) սահմանել D. melanogaster. Այս կոնտիգերը չեն օգտագործվել ինտրոնի չափի, ԴՆԹ-ի տրանսկրիպացված տոկոսի կամ կրկնվող խտության հաշվարկների համեմատության մեջ: Քարտեզները, որոնք ներկայացնում են գեների գտնվելու վայրը և չափերը և կրկնությունները յուրաքանչյուր կոնտիգիում, հասանելի են Լրացուցիչ տվյալների ֆայլերում 1 և 2:

-Ի քարտեզը D. virilis (Dv) dot քրոմոսոմը միանում է դրա կետային քրոմոսոմի հետ D. melanogaster (Դմ) Ներքևում ցուցադրված է գեների քարտեզը D. melanogaster կետային քրոմոսոմ: Գունավոր գծերը պիտակներով ներկայացնում են գեներ, որոնց համար մենք նույնականացրել ենք (ամբողջական կամ մասնակի) հոմոլոգ. D. virilis հաջորդականացված fosmids. Սանդղակի սանդղակի վերևում գտնվող գունավոր տուփերը սխեմատիկ (ոչ մասշտաբային) ներկայացումներն են D. virilis կոնտիգներ Սանդղակի սանդղակի անմիջապես վերևում պատկերված է այն հաջորդական կոնտիգները, որոնք պարունակում են սինթենիկ շրջաններ D. virilis, որտեղ գեները նույն կարգով և կողմնորոշմամբ են, ինչ ին D. melanogaster. Նկարի ամենավերջին հատվածում պատկերված են կոնտիգները D. virilis կետային քրոմոսոմ, որոնք վերադասավորված են D. melanogaster կետային քրոմոսոմ: Արկղերը գունային կոդավորված են՝ ներկայացնելու կոնտիգում առկա գեները, ընդհատված գծերով, որոնք միանում են՝ ցույց տալու վերադասավորման աստիճանը: Հատկանշական է, որ contig 30-ը պարունակում է երկուսն էլ թավա եւ Գլխարկներ, որոնք ընկած են թեքված հատվածի հակառակ կողմերում D. melanogaster կետային քրոմոսոմ:

Միջին ինտրոնի չափը և ԴՆԹ -ի տոկոսը արտագրված են

Մինչ կենտրոմերային շրջանները հարուստ են արբանյակային ԴՆԹ -ով և համեմատաբար աղքատ են գեներով [3], գենային խտությունը (սահմանվում է որպես գեների քանակը մեկ ՄԲ -ի համար) կետային քրոմոսոմի շերտավորված հատվածում նման է հիմնական քրոմոսոմներին D. melanogaster [19] (66.5 գեն/Մբ կետի համար և 74.6 գեն/Մբ այստեղ վերլուծված շրջանների հիմնական քրոմոսոմների համար): Սա վերաբերում է նաև Հայաստանի շրջաններին D. virilis գենոմը մենք հաջորդականացրել ենք (62,2 գեն/Մբ կետի համար և 67,3 գեն/Մբ հիմնական քրոմոսոմների համար): Այն մի քանի հետերոկրոմատիկ գեների դիտարկումը, որոնք կլոնավորվել և հաջորդականացվել են (օրինակ ՝ լույս [44]) ենթադրում է, որ այս գեները կարող են միջինում ավելի մեծ ինտրոններ ունենալ, և դա հաղորդվել է D. melanogaster կետային քրոմոսոմների գեներ [19]: Միջին ինտրոնի չափը, որը սահմանվում է որպես ինտրոնի ընդհանուր երկարություն բաժանված ինտրոնների ընդհանուր թվի վրա, մեր ընտրանքի համար խոշորից 448 bp (6 126 bp) է: D. virilis քրոմոսոմների և 405 bp (± 110 bp) համապատասխան շրջանների համար D. melanogaster. D. virilis Մեր նմուշի կետային քրոմոսոմի գեները ունեն 890 bp (± 179 bp) միջին ինտրոնի երկարություն՝ հոմոլոգ շրջաններում: D. melanogaster գենոմ, այն 859 բպր (± 115 բպ) է: Նկար 5 -ը ցույց է տալիս գրաֆիկ, որը համեմատում է կետային քրոմոսոմների ինտրոնի չափի կուտակային բաշխման գործառույթները հիմնական քրոմոսոմների հետ: Ինտրոնի չափերի ոչ նորմալ բաշխվածության պատճառով, ոչ պարամետրիկ Կոլմոգորով-Սմիրնով (KS) թեստն օգտագործվում է զույգ համեմատությունների վիճակագրական նշանակությունը գնահատելու համար: KS թեստը ցույց է տալիս, որ երկու կետային քրոմոսոմների միջև ինտրոնի չափերի բաշխման տարբերությունը վիճակագրորեն նշանակալի չէ (D = 0.1237, էջ = 0,2816): Այնուամենայնիվ, կետային քրոմոսոմների համար ինտրոնների չափերի բաշխումը զգալիորեն տարբերվում է երկու տեսակների հիմնական քրոմոսոմներից (D = 0.223, էջ = 0.0496 և D = 0.245, էջ = 0,0291 համար D. virilis եւ D. melanogasterհամապատասխանաբար):

Ինտրոնների չափերի բաշխում D. virilis համեմատած D. melanogaster. Ինտրոններ բոլորից D. virilis եւ D. melanogaster Ուսումնասիրված կոնտիգների գեները բաժանվել են խմբերի՝ ըստ չափի: Համարը վրա x առանցքը ներկայացնում է ինտրոնի նվազագույն չափը, որը ինտրոնը հաշվվում է այդ աղբարկղում, եթե այն ունի այդքան բազա կամ ավելի քիչ: Այն յ առանցքը գերազանցում է այդ աղբարկղի մեջ ընկած ընդհանուր ինտրոնների տոկոսը: Երկու կետային քրոմոսոմներն ունեն էականորեն նման ինտրոնի չափերի բաշխումներ, որոնք էականորեն տարբերվում են հիմնական քրոմոսոմների թևերից։

Տրանսկրիպացված ԴՆԹ -ի տոկոսը, որը սահմանվում է որպես սկզբնատառերի երկարություն հաջորդականության ընդհանուր երկարության վրա, ավելի նման է միատեսակ քրոմոսոմների միջև, քան կետային քրոմոսոմների և հիմնական քրոմոսոմների միջև: (Այս դեպքում, 5' և 3' չթարգմանված շրջանները (UTRs) չեն գնահատվել տառադարձված ԴՆԹ-ի տոկոսի հաշվարկներում, քանի որ այդ շրջանները չեն կարող նույնականացվել ենթադրյալ տարբերակում: D. virilis գեներ.) The sequence regions of the D. virilis և համեմատելի շրջանները D. melanogaster կետային քրոմոսոմներն ունեն տառադարձման խտություն՝ համապատասխանաբար 58,7% և 51,0%, մինչդեռ հիմնական քրոմոսոմների տառադարձման խտությունը կազմում է 22,2%։ D. virilis եւ 25.9% -ի դիմաց D. melanogaster. ԿԵՏ և ոչ կետ կոնտիգների միջև տառադարձված ԴՆԹ-ի տոկոսային տարբերությունը արտացոլում է կետային քրոմոսոմային գեների ինտրոնների միջին ավելի մեծ չափը:

(dC-dA)·(dG-dT) դինուկլեոտիդի կրկնության հաճախականությունը

Էուխրոմատինի ցուցիչներից մեկն առատ (dC-dA)·(dG-dT) դինուկլեոտիդային կրկնությունների առկայությունն է, որը նաև հայտնի է որպես CA/GT կրկնություններ: Տեղում հիբրիդացումը ցույց է տալիս, որ այս կրկնությունները լայնորեն տարածված են էխրոմատինում, սակայն կետային քրոմոսոմը D. melanogaster ունի այս կրկնությունների շատ ավելի ցածր խտություն [5]: -ի կետային քրոմոսոմը D. virilis ունի CA/GT կրկնվող հաճախականություն, որը նման է իր հիմնական աուտոսոմներին, ինչպես ցույց է տրված տեղում հիբրիդացում [33]: Դինուկլեոտիդների հաջորդականությունների կրկնությունը անալիզից D. virilis ֆոսմիդներ՝ համեմատած հոմոլոգ շրջանների հետ D. melanogaster գենոմը աջակցում է տեղում հիբրիդացման արդյունքները: Fosmids- ի dot քրոմոսոմից D. virilis ունեն CA/GT կրկնումներ ՝ միջին երկարությամբ 36 bp և ընդհանուր խտություն ՝ 0.15%: -ի շրջանները D. melanogaster կետային քրոմոսոմը, որը հոմոլոգ է այս ֆոսմիդներին, ունի միայն մեկ CA/GT կրկնություն, որն ունի 21 bp երկարություն, ինչը տալիս է CA/GT ընդհանուր խտությունը 0,0069%: Մեջ D. virilis կլոններ, որոնք պատկանում են հիմնական քրոմոսոմներին, ԴՆԹ -ի 0.96% -ը կազմված է CA/GT- ից, միջին կրկնումը `32 բբ երկարությամբ: Հայաստանի համասեռ շրջաններում D. melanogaster գենոմ, ԴՆԹ -ի 0,32% -ը CA/GT է, դինուկլեոտիդային շրջանների միջին երկարությունը ՝ 24 bp: Այսպիսով, մինչդեռ D. virilis կետային քրոմոսոմը CA/GT- ի ավելի ցածր մակարդակ ունի, քան հիմնական քրոմոսոմների թևերը (մոտ վեց անգամ պակաս, քան D. virilis և մոտ երկու անգամ պակաս, քան D. melanogaster), այն ունի այս կրկնության մոտավորապես 20 անգամ ավելի բարձր մակարդակ, քան հանդիպում է դրա կետային քրոմոսոմում D. melanogaster.

Կրկնել վերլուծությունը

Հայտնի կրկնվող տարրերի նախնական վերլուծություն D. virilis contigs- ը կատարվել է RepeatMasker- ի միջոցով [45]: RepBase 8.12 [46, 47] պարունակում է նախկինում բնութագրված կրկնումներ D. virilis տեսակների խումբ: Որպես պարզ սկզբնական մոտեցում, մենք որոնեցինք դե նորո կրկնում է ՝ համեմատելով ֆոսմիդ հաջորդականությունները միմյանց հետ ՝ փնտրելով BLASTN- ի կողմից մեծ նմանության շրջաններ [48]: Այս տեխնիկայի միջոցով բացահայտված ակնհայտ նոր կրկնվող հաջորդականությունների մեծ մասը անմիջապես հարևան է RepeatMasker-ի կողմից հայտնաբերված հայտնի կրկնություններին և, հետևաբար, ենթադրվում էր, որ այդ կրկնությունների դիմակազերծված ընդարձակումներ են: Հայտնաբերվեցին մի քանի նոր կրկնություններ, որոնք նման չէին որևէ այլ հայտնի կրկնվող տարրի, արտահայտված հաջորդականության պիտակի (EST) կամ սպիտակուցային հաջորդականության: Օգտագործելով այս պարզ տեխնիկան, նոր կրկնությունները կազմում էին ընդհանուր կրկնվող ԴՆԹ-ի 1%-ից պակաս, սակայն, հաշվի առնելով մեր տվյալների բազայի փոքր չափը (0,65 Մբ), հնարավոր է, որ կրկնվող տարրերը բաց թողնվեն:

Նկար 6a- ն ցույց է տալիս տարբեր դասերի կրկնվող տարրերի կրկնվող խտությունը D. virilis հարակից շրջաններն ու համեմատելի շրջանները D. melanogaster գենոմ ՝ օգտագործելով RepeatMasker/RepBase (Դրոզոֆիլա լռելյայն պարամետրեր) գումարած այս պարզը դե նորո BLASTN տեխնիկա: Թեև տվյալ շրջանի (կետային քրոմոսոմ կամ հիմնական քրոմոսոմ) միջև կրկնվող խտության որոշակի փոփոխություն կա, ընդհանուր թվերը ներկայացնում են ուսումնասիրված կոնտիգների միջին արժեքը: Օգտագործելով այս վերլուծությունը, ընդհանուր կրկնողության խտությունը D. virilis dot chromosome contigs 14,6%, անհատական ​​կրկնվող խտությունների միջինը 15,4% ± 7,9% է: Հոմոլոգի ընդհանուր կրկնվող խտությունը D. melanogaster շրջանները կազմում են 25,3%, անհատական ​​կրկնվող խտությունների միջինը 24,7% ± 5,4% է: Fosmids- ի dot քրոմոսոմից D. melanogaster ցույց են տալիս ԴՆԹ -ի տրանսպոզոնների անընդհատ ավելի բարձր խտություն և INEՈINEՐ -1 տարրեր, քան ֆոսմիդները կետային քրոմոսոմից D. virilis. Նմուշի համեմատությունը կետային քրոմոսոմից D. melanogaster այստեղ վերլուծված կետային քրոմոսոմի ամբողջ խմբավորված հատվածին (օգտագործելով RepeatMasker և RepBase 8.12) ցույց է տալիս շատ նման արդյունքներ (Նկար 6 ա): Ի հակադրություն, մեծ քրոմոսոմների էխրոմատիկ բազուկները D. melanogaster եւ D. virilis ունեն կրկնվող խտություններ, որոնց հաջորդականության մոտ 6% -ը դասվում է որպես կրկնվող: (Քեսնևիլ et al. [49] գնահատել ընդհանուր կրկնողությունների խտությունը D. melanogaster 5,3%): Կրկնվող այլ տեսակներ նույնպես տարբերվում էին երկու տեսակների միջև: Այս քրոմոսոմների մեր նմուշում, D. virilis ունի ավելի պարզ կրկնություններ և D. melanogaster ունի ավելի շատ հետադարձ տարրեր: Ընդհանուր առմամբ, այս արդյունքները ցույց են տալիս, որ թե՛ կրկնությունների բարձր խտությունը, և թե՛ ԴՆԹ-ի տրանսպոզոնների գերներկայացումը նպաստում են հետերոքրոմատինի ձևավորմանը: D. melanogaster կետային քրոմոսոմ: Այնուամենայնիվ, քանի որ D. virilis այնքան էլ լավ ուսումնասիրված չէ, որքան D. melanogaster, հնարավոր է, որ այս մոտեցումը բաց թողնի որոշ չբնութագրված կրկնություններ: Այս խնդրի լուծման համար մենք ձեռնարկեցինք մի քանի տարբեր ռազմավարություններ:

Կրկնել վերլուծությունը D. virilis համադրումներ համեմատած D. melanogaster գենոմը. Կրկնվող խտությունը, որը սահմանվում է որպես ընդհանուր հաջորդականության տոկոս (հիմնական զույգերով), որը նշվել է որպես կրկնվող, հաշվարկվել է օգտագործելով D. virilis այս ուսումնասիրության արդյունքում ստացված ֆոսմիդային հաջորդականությունը և համասեռ շրջանները D. melanogaster (տես Նյութեր և մեթոդներ): D. melanogaster եւ D. virilis ունեն շատ նման ցածր կրկնողության խտություն հիմնական քրոմոսոմների բազուկների վրա, և նմանատիպ, բայց շատ ավելի բարձր կրկնելու խտություն կետային քրոմոսոմների վրա: (ա) Տոկոսային կրկնություն RepeatMasker-ի կողմից հայտնաբերված յուրաքանչյուր տեսակի համար՝ օգտագործելով RebBase 8.12-ը, լրացուցիչ կրկնություններով, որոնք բացահայտված են այստեղ ներկայացված ֆոսմիդային հաջորդականությունների BLASTN-ի բոլորովին համեմատության մեջ: բ) Կրկնվող տոկոսը RepeatMasker- ի կողմից Superlibrary- ի միջոցով նույնականացված յուրաքանչյուր տիպի համար (տեքստը տես նկարագրության համար): -ի կետային քրոմոսոմը D. melanogaster ունի մոտ երեք անգամ ավելի շատ ԴՆԹ տրանսպոզոնների հաջորդականություն, քան ունի D. virilis կետային քրոմոսոմ: «Անհայտ» կրկնում են ինչպես RebBase 8.12 -ից, այնպես էլ D. virilis PILER-DF գրադարան, որոնք չեն դասակարգվել ըստ տիպի:

Վերջին հետազոտությունները մշակել են որոնման բազմաթիվ գործիքներ դե նորո գենոմային հավաքույթներում նոր կրկնվող հաջորդականությունների նույնականացում [50, 51]: Օգտագործելով նման գործիքներ ՝ մենք ստեղծեցինք «Սուպերգրադարան», որում երկուսից ավելացրեցինք հաջորդականություններ տեսակների համար հատուկ գրադարաններից D. melanogaster եւ D. virilis RebBase 8.12 Drosophila transposable element (TE) գրադարանին `հնարավորինս քիչ կողմնակալությամբ գրադարան ստեղծելու համար: Լրացուցիչ կրկնությունները ստացվել են երեք աղբյուրներից: Երկու վեպ կրկնվող տարրեր, որոնք բացահայտվել են D. melanogaster օգտագործելով PILER-TR ծրագիրը, ավելացվեցին [50]: Մենք նաև ավելացրեցինք 66 տարրերից բաղկացած ամբողջական հավաքածու D. virilis նույնականացվել է տեղադրված PILER-DF վերլուծությամբ (C Smith and G Karpen, անձնական հաղորդակցություն) D. virilis ամբողջ գենոմի ժողովը [52]: Վերջապես, վերջերս հայտնաբերված հաջորդականությունը INEՈINEՐ -1 -ից Դ.յակուբա ավելացվել է [53]:

Բոլորը D. virilis եւ D. melanogaster Այս ուսումնասիրության մեջ օգտագործված հաջորդականությունները այնուհետև վերլուծվում էին կրկնվող ԴՆԹ -ի համար `օգտագործելով RepeatMasker- ը այս գերլրադարանի հետ: Այս մոտեցումը նույնականացրեց կրկնակի ընդհանուր խտությունը D. virilis առաջանում է 22.8%կետային քրոմոսոմից, մինչդեռ դրա համասեռ շրջանները D. melanogaster կետային քրոմոսոմը ունի 26,5% կրկնվող ԴՆԹ (Նկար 6b): Օգտագործելով միևնույն գերգրադարանը ՝ հատվածները հիմնական քրոմոսոմներից D. virilis ունեն կրկնությունների ընդհանուր խտությունը 8,4%, համեմատած D. melanogaster հիմնական քրոմոսոմները, որոնց խտությունը կազմում է 6,8%: Այս վերլուծությունը ցույց է տալիս, որ կրկնությունների ընդհանուր խտությունը վրա D. virilis եւ D. melanogaster կետային քրոմոսոմային ֆոսմիդները նման են և զգալիորեն ավելի բարձր են, քան երկու տեսակների հիմնական քրոմոսոմների կրկնությունների խտությունը: Այլ տեխնիկայի վերլուծություն, որն օգտագործվում է տարբերությունը գնահատելու համար D. virilis եւ D. melanogaster հաջորդականությունները, ներառյալ TBLASTX- ի համեմատությունը ՝ օգտագործելով RebBase 8.12 գրադարանը, որից հանվել էին անողնաշարավորների հաջորդականությունները [49, 54], և Repeat Scout գրադարանի հավաքածուն [51], նույնպես փոքր տարբերություն էին ցույց տալիս հայտնաբերված կրկնվող հաջորդականության ընդհանուր քանակի մեջ: D. virilis եւ D. melanogaster կետերի հաջորդականություններ (ցուցադրված չեն): Այսպիսով, կիրառվող հետագա տեխնիկան ցույց է տալիս, որ երկուսի կետային քրոմոսոմների հաջորդականությունները D. virilis եւ D. melanogaster հարստացված են կրկնվող հաջորդականությունների համար՝ համեմատած երկու տեսակների հիմնական քրոմոսոմներից ստացված հաջորդականությունների հետ: Յուրաքանչյուր կոնտիգի վերլուծությունը, ինչպես նաև կրկնողությունների յուրաքանչյուր տեսակի ընդհանուր ներկայացվածությունը ներկայացված են Աղյուսակ 2 -ում և Նկար 6 բ -ում: Գծապատկեր 6 ա -ում և 6 բ -ում ցուցադրված արդյունքների միջև հակադրությունը ցույց է տալիս կողմնակալ կրկնվող գրադարանների առաջադրած խնդիրը, խնդիր, որը պետք է ուշադիր դիտարկվի այս տեսակի ուսումնասիրություններում: Դիտարկումը, որ երեք տարբեր վերլուծություններ (վերը քննարկված) հաստատում են Գծապատկեր 6 բ -ում ցուցադրված արդյունքները, վստահություն են տալիս այստեղ ստացված եզրակացություններին:

Թեև կրկնվող տարրերի ընդհանուր խտությունը նման է, ԴՆԹ-ի տրանսպոզոնների խտության մեջ մեծ տարբերություն կա (Աղյուսակ 2): Որ D. melanogaster կետային քրոմոսոմի ԴՆԹ-ն մեր նմուշից, 18,6%-ը բաղկացած է ԴՆԹ տրանսպոզոնների մնացորդներից, ներառյալ հաջորդականությունները 1360 տարրեր, Պ տարրեր (արտեֆակտներ և հարակից հատվածներ), Tc1 տարրեր և ԸՆՏՐԵԼ-1. Այս շրջանների միայն 6.4% -ն է կետային քրոմոսոմից D. virilis բաղկացած է ԴՆԹ տրանսպոզոնների մնացորդներից՝ մոտ եռակի կրճատումով։ Կրկնվող հաջորդականության հիմնական մասը D. virilis dot fosmids- ը, որոնք նախապես դասակարգվում են որպես ԴՆԹ-ի տրանսպոզոններ, dvir.16.2 centroid և dvir.16.17 centroid են, հաջորդականությունները, որոնք բացահայտված են PILER-DF վերլուծության մեջ: Աղյուսակ 3-ում ներկայացված են ամենատարածված կրկնությունների կրկնվող տարրը և դասը D. virilis եւ D. melanogaster այստեղ ուսումնասիրված են կետային քրոմոսոմների միացումներ, որոնք նույնականացվել են RepeatMasker/Superlibrary- ի կողմից: ԴՆԹ -ի տրանսպոզոնային ընտանիքները նախընտրելիորեն ներկայացված են այնտեղ D. melanogaster, մինչդեռ հետադարձ տարրերը (LINEs և LTRs) ավելի տարածված են D. virilis. Աղյուսակ 2 -ի քանակական արդյունքների ուսումնասիրությունը ենթադրում է, որ կետային քրոմոսոմը D. virilis ունի հետադարձ տարրերի աճ (9.1%) `համեմատած համասեռ շրջանների հետ D. melanogaster (4.2%): Այնուամենայնիվ, այս տարբերությունը, ըստ երևույթին, պայմանավորված է նմուշի կողմնակալությամբ, քանի որ RepeatMasker/RebBase 8.12 դասակարգում է ամբողջի 8.7% -ը D. melanogaster կետային քրոմոսոմը որպես հետին տարրեր:

INEՈINEՐ -1, հայտնի է նաեւ որպես DNAREP-1 կամ INE-1, կրկնվող տարր է, որը շատ տարածված է գենոմում D. melanogaster [55]: -Ի խտությունը INEՈINEՐ -1 տարրերը հատկապես բարձր են կետային քրոմոսոմի վրա D. melanogaster, ավելի շատ, քան հիմնական քրոմոսոմի թեւերի կամ կետային քրոմոսոմի վրա D. virilis [17, 56]։ Օգտագործելով մեր Superlibrary և կրկնելու նույնականացման գործընթացը ՝ RepeatMasker- ը նույնականացնում է դրանց 0.1% -ը D. virilis contigs որպես հաջորդականություններ, որոնք զգալի նմանություն ունեն INEՈINEՐ -1 տարրերը, մինչդեռ նույնասեռ շրջաններում D. melanogaster կետի խտությունը 10.5%է: (Ամբողջ D. melanogaster կետն ունի 9,2% դեպք INEՈINEՐ -1 տարրեր, որոնք գնահատվել են RepeatMasker/Superlibrary-ի միջոցով:) Զգալի բանավեճեր են եղել ծագման վերաբերյալ INEՈINEՐ -1 տարրեր [56, 57]: Կապիտոնովն ու urուրկան [57] վերջերս դա են առաջարկել INEՈINEՐ -1 ռետրոտրանսպոզոն է, որը հիմնված է ա D. virilis Penelope GenBank- ին անդամակցելը, սակայն հաջորդականությունը `նույնաբանությամբ ԸՆՏՐԵԼ-1 այս միացման մեջ ընկնում է կանոնական սահմաններից դուրս Պենելոպա հաջորդականություն [58] (C Bergman, անձնական հաղորդակցություն): -ի վերլուծություն ԸՆՏՐԵԼ-1 մեջ տարրեր Դ.յակուբա ենթադրում է համեմատաբար վերջերս տրանսպոզիցիա այդ տեսակի մեջ: Այս վերջերս հիմնված կոնսենսուսային հաջորդականություն INEՈINEՐ -1 տարրերը չեն պարունակում երկար տերմինալ կրկնողություններ, ինչպես նաև poly-A պոչ (հետադարձ տարր պարունակող), բայց ունեն տերմինալ 12 bp կատարյալ կրկնում ՝ տրանսպոզոնների բնութագրիչ [53]: Այսպիսով, չնայած մենք տրամադրել ենք առանձին վիճակագրություն այս դասի համար, մենք համարում ենք INEՈINEՐ -1 տարրեր, որոնք պետք է լինեն ԴՆԹ -ի տրանսպոզոնի մնացորդներ: Աղյուսակ 2 -ում ներկայացված են նաև առանձին վիճակագրություն 1360 ԴՆԹ -ի տրանսպոզոնային բեկորներ, քանի որ այս դասը հատուկ հետաքրքրություն է ներկայացնում որպես հետերոխրոմատինների ձևավորման պոտենցիալ թիրախ, ինչպես վերը քննարկվեց: Կրկին, այս ընտանիքը զգալիորեն հարստացել է D. melanogaster կետային քրոմոսոմային ֆոսմիդներ, որոնք կազմում են նմուշի ԴՆԹ-ի 4,1%-ը՝ համեմատած 0,8%-ի հետ։ D. virilis կետային քրոմոսոմի ֆոսմիդներ և 0% `հիմնական քրոմոսոմների բազուկների նմուշներում:

Փոխադրվող տարրերը շատ ավելի տարածված են հետերոխրոմատիկ գեների ինտրոններում, քան էխրոմատիկ գեների ինտրոններում [4], ինչը կարող է նպաստել հետերոխրոմատինում գեների էվոլյուցիային և կառուցվածքին: Կենտրոնանալով կրկնությունների ընդհանուր խտության վրա (և ոչ կրկնվող տիպի վրա), մենք վերլուծել ենք բոլոր կոնտիգների ինտրոնները կրկնվող տվյալների բազայի միջոցով, որը ստեղծվել է RepeatScout-ի արդյունքը համակցելով երկուսն էլ. D. melanogaster եւ D. virilis ամբողջ գենոմի հավաքները: Այս գրադարանի հետ օգտագործելով RepeatMasker- ը (բաց չթողնելով ցածր բարդությունը և պարզ կրկնողությունները), պարզվում է, որ D. virilis այստեղ ուսումնասիրված կետային քրոմոսոմի գեները պարունակում են 27,0% կրկնվող տարրեր, մինչդեռ նույնասեռ շրջաններում D. melanogaster կետ, ինտրոնների 33,1%-ը կազմված են կրկնվող տարրերից։ Խոզի հիմնական քրոմոսոմների կոնտիգների վերլուծություն D. virilis -ից և համասեռ շրջանները D. melanogaster ինտրոններում ոչ մի ճանաչելի փոխադրելի տարր չի գտել: Այսպիսով, երկու կետային քրոմոսոմներն այս առումով ավելի նման են միմյանց, քան երկու տեսակների հիմնական քրոմոսոմներին:

Համեմատելով 6ա և 6բ նկարները՝ ակնհայտ է, որ ներկայացված երկու կրկնությունների որոնման ռազմավարությունները շատ տարբեր արդյունքներ են տվել: D. melanogaster եւ D. virilis ֆիլոգենետիկորեն բավականին մոտ են իրար, սակայն օգտագործվում է նախկինում սահմանված RepBase գրադարանը, որը լավ է ներկայացնում D. melanogaster կրկնում է, անբավարար էր բոլորը գտնելու համար D. virilis կրկնում է, հատկապես կետային քրոմոսոմի վրա: Այս արդյունքը շեշտում է այնպիսի տեխնիկայի կիրառման կարևորությունը, ինչպիսին է PILER- ը ՝ տեսակին հատուկ կրկնություններ գտնելու համար, քանի որ նոր տեսակների հաջորդականությունը կատարվում է, նույնիսկ այն դեպքում, երբ կրկնվող հաջորդականությունները հասանելի են մոտակա լավ ուսումնասիրված տեսակների կողմից: Կրկնվող տվյալների շտեմարաններին ապավինելը կարող է հանգեցնել կրկնվող բովանդակության սխալ գնահատումների:


Կանանց ֆերոմոնների տարբերությունների գենետիկական հիմքը Drosophila melanogaster-ի և D. simulans-ի միջև

Քիմիական ազդանշանները միջատներից շատերի շփման միջոցներից են: Մակերևութային քիմիական նյութերի համադրության տարբերությունները, որոնք կոչվում են կուտիկուլային ածխաջրածիններ (CHC), կարող են ազդել զուգավորման վարքի վրա և ազդել տեսակների միջև վերարտադրողական մեկուսացման վրա: Genes influencing three CHC compounds have been identified in Drosophila melanogaster. However, the genetic basis of other CHC compounds, whether these genes affect species differences in CHCs, and the genes' resulting effect on interspecies mating, remains unknown. We used fine-scale deficiency mapping of the third chromosome to identify 43 genomic regions that influence production of CHCs in both D. melanogaster and Drosophila simulans females. We identified an additional 23 small genomic regions that affect interspecies divergence in CHCs between females of these two species, one of which spans two genes known to influence the production of multiple CHCs within D. melanogaster. By testing these genes individually, we determined that desat1 also affects interspecific divergence in one CHC compound, while desat2 has no effect on interspecific divergence. Thus, some but not all genes affecting intraspecific amounts of CHCs also affect interspecific divergence, but not all genes or all CHCs. Lastly, we find no evidence of a relationship between the CHC profile and female attractiveness or receptivity towards D. melanogaster males.

Շահերի բախման մասին հայտարարություն

Հեղինակները հայտարարում են, որ շահերի բախում չունեն։

Ֆիգուրներ

Creation of female offspring used…

Creation of female offspring used for deficiency mapping to locate genes contributing to…

Mirrored CHC profiles for female…

Mirrored CHC profiles for female D. melanogaster ( ա ) և D. simulans…

Variation among deficiency lines and…

Variation among deficiency lines and genotypes in relative concentration of ( ա )…

Biochemical pathway overview ( a…

Biochemical pathway overview ( ա ) and specific steps ( բ ) for…


The Scientific Importance of Drosophila Melanogaster

Drosophila melanogaster, or the fruit fly as it is more commonly called, has played an important part in science. It has aided scientists in the discovery of many different principles. Its importance continues today.

The fruit fly has been used for approximately a century in scientific research, according to the University of Michigan Museum of Zoology. It has played an especially large role in the study of genetics. Thomas H. Morgan utilized the fruit fly to prove the chromosomal theory of inheritance. This showed that chromosomes carry genetic information. The fruit fly was vital in discoveries regarding gene mapping, multiple alleles, spistatis and sex-linked inheritance. Research continued on Drosophila melanogaster by H. Sturtevant. He created genetic maps of the fruit fly.

There are various reasons why Drosophila melanogaster has been such an ideal subject for studies in genetics and biology. First, it can reproduce very easily in captivity. It is very easy to breed many different subjects for use in studies.

The fruit fly has a very short lifespan. In seven days it matures into an adult. Because of this, researchers could study many generations in a short span of time. This is especially useful for genetic research.

It is simple to care for fruit flies. It is also inexpensive. Fruit flies reproduce very quickly, with one female creating a hundred eggs every single day. It is easy to tell the difference between males and females, as well as identify virgin females. There are only four pairs of chromosomes, and this makes it very easy to study them. Meiotic recombination does not occur in males. Also, because they have been studied so extensively, their entire genome was sequenced, allowing for easy research. All of these traits make Drosophila melanogaster the ideal subject to use in scientific research.

Despite the simplicity of Drosophila melanogaster, scientists can learn a great deal about genetics and biology from it. Many of the same principles about genetics are the same for fruit flies and other animals, including humans.

Drosophila melanogaster is even used to teach children about the importance of science. The same benefits that make it a great subject for established research scientists make it easy to use for high school and college students, according to the biology department at the University of Arizona. Thus they can help teach the next generation of scientists.

Although Drosophila melanogaster are simple creatures, their contribution to science through the years has been nothing short of amazing. They continue to be studied all over the world.


Invertebrate Learning and Memory

Thomas Riemensperger , André Fiala , in Handbook of Behavioral Neuroscience , 2013

Introduction: Strategies to Determine Neuronal Substrates Underlying Learning and Memory

Neuroscientific research on learning and memory ultimately aims to reveal neuronal structures and cellular mechanisms through which experience-dependent information is acquired, stored, and retrieved by neuronal circuitries of the brain. 1 To gain access to the neuronal circuits and biophysical mechanisms mediating changes in behavior, two general strategies are possible: (1) observation of neuronal processes in correlation with learning or memory retrieval and (2) experimental interference with neuronal processes to systematically manipulate learning and memory formation. To facilitate experiments, ‘simplified systems’ have often been chosen as preferred objects of research. The reasons for using a particular model system, be it an entire animal or a piece of nervous tissue, are usually due to technical advantages. The nervous system of marine snails consists of large neurons that can easily be impaled with recording and stimulation electrodes. 2 Honeybees exhibit a remarkable complexity in their learning capabilities, and electrophysiological approaches, optical imaging techniques, or pharmacological interventions are possible, for which the relative diminutiveness of the brain compared to that of mammals provides clear advantages. 3 Rodent model systems are attractive objects of study because of their relative evolutionary proximity to humans compared to invertebrates. Here, often ‘simplified systems’ are extracted by using isolated circuits, such as hippocampus slices. 2 For a long time, the fruit fly Դրոսոֆիլա մելանոգաստեր has been a favorite organism for geneticists, mainly due to the fast reproduction cycle and the large number of offspring that facilitates the screen for mutants. 4 Whereas this has been an excellent model organism for genetic studies, for many decades it was not useful for physiological investigations: Its small neurons and fine neurites are not advantageous for electrophysiological analyses of individual neurons, and electrophysiological techniques have long been restricted mainly to extracellular sensillum recordings 5 and recordings from neuromuscular preparations of the larval body wall. 6 However, two developments have made Դրոզոֆիլա amenable for physiological studies. First, germline transformation 7 and the versatility of binary expression systems 8 provide the possibility to target transgenes to distinct and defined populations of neurons. 9 Second, new proteins as molecular tools have been designed that can be transgenically expressed. DNA-encoded fluorescence probes can be targeted to defined cells in order to observe diverse parameters of cellular functions, such as calcium influx, second messenger-dependent signaling, and synaptic transmission, 10 and the discovery of light-sensitive cation channels has made it possible to manipulate the membrane potentials of neurons simply by illumination—a technology that is generally termed ‘optogenetics.’ 11,12 Because these molecular techniques—optical imaging of cellular processes using DNA-encoded probes and optical activation of neurons using light-gated cation channels—resemble the use of recording and stimulation electrodes in electrophysiology, we refer to these in combination as optophysiological approaches.

Understanding biochemical and physiological mechanisms that mediate learning and memory formation requires some knowledge about where in the brain those changes may happen that are causative for it. This classical ‘localization problem’ is not easy to solve, and it cannot be solved with a single experimental approach. 13 To determine whether distinct changes in neuronal activity (here subsuming all possible neuronal processes that can potentially be altered during learning, such as changes in synaptic transmitter release, postsynaptic excitation, or excitability of circuits in general) are indeed the biophysical substrates through which learning and memory observed in behavior are manifested, several experimental tests have been formulated. 13–16 Although experiments to determine whether neuronal substrates are necessary and sufficient to promote a certain type of learning differ slightly among researchers, 13–16 they generally include (1) disruptive alterations of neuronal functions, (2) detectability of changes in correlation with experience-dependent changes in behavior, and (3) artificial mimicry of changes in neuronal function that can substitute for a natural change in behavior. Here, we summarize how the use of optophysiological tools, among others, may contribute to such experiments.

To illustrate the technical approaches, we restrict ourselves to differential associative olfactory learning and the formation of short-term memory in D. melanogaster, 17,18 a learning paradigm that is widely used ( Figure 6.1A ). In this classical conditioning procedure, one odor as conditioned stimulus (CS+) is presented to a group of fruit flies in temporal coincidence with an electric shock as unconditioned stimulus (US). A second odor is presented without any punishment (CS–). In a subsequent test situation, the animals can chose between the two arms of a T-maze that contain either the CS+ or the CS–. Learning and short-term memory are assessed by calculating the proportion of animals avoiding the odor that has been associated with the electric shock in comparison to the total number of flies. 18 The neuronal pathways through which olfactory information is processed in the Դրոզոֆիլա brain have been characterized to some extent ( Figures 6.1B and 6.1C ). 20–22 Fruit flies perceive odors by olfactory sensory neurons housed within sensillae of various morphological types that are located on the third antennal segments and the maxillary palps. 23 Olfactory sensory neurons project via the antennal nerves to the antennal lobes, the primary olfactory neuropils of the insect brain, and ramify their terminal aborizations in spherical structures called glomeruli. 24 The basic logic of connectivity is simple: Those sensory neurons that express a given specific olfactory receptor target one or very few identifiable glomeruli. 24–26 Excitatory and inhibitory local interneurons that interconnect glomeruli process the odor information with the antennal lobe, 27–29 and olfactory projection neurons convey the odor information further to the lateral protocerebrum and the mushroom body. 30–32 The logic of odor coding is crucially different between the antennal lobe and the mushroom body. Whereas odors are represented at the level of the antennal lobes in terms of spatiotemporal patterns of overlapping glomerular activity, 33,34 the intrinsic mushroom body neurons (Kenyon cells) show a sparse response to particular odor stimuli—that is, only a small fraction of the approximately 2500 Kenyon cells per hemisphere selectively respond to a particular odor with the generation of very few action potentials. 35,36 This particular coding scheme appears favorable for selectively assigning positive or negative values to a given odor representation through associative learning ( Figure 6.1C ). 21,37 Modulatory neurons that release biogenic amines as transmitters (e.g., dopamine and octopamine) and that broadly innervate mushroom bodies are assumed to carry the value information evoked by the US. 21,37 The following sections summarize the experimental approaches that have been used to test this idea.

Figure 6.1 . Classical olfactory conditioning in Drosophila.

(A) Schematic depiction of a differential conditioning paradigm. 18 During training, flies are sequentially exposed to a non-reinforced odor (CS–) and, with a delay, an odor (CS+) that is temporally paired with an electric shock (unconditioned stimulus). Subsequently, the flies are transferred to a T-maze in which they approach or escape either of the two presented odors. (B) Illustration of the olfactory pathway in the Դրոզոֆիլա brain. Odors are perceived by receptors located on the antennae (AN) and conveyed by olfactory sensory neurons (yellow) to the antennal lobes (AL). Olfactory projection neurons (green) convey the information to the mushroom bodies (MB) and the lateral horn (LH). (C) Hypothetical neuronal circuit mediating olfactory associative learning. Odor stimuli are encoded at the level of the antennal lobes as combinatorial glomerular activity patterns and conveyed to the intrinsic mushroom body neurons (Kenyon cells). Here, olfactory information is represented as sparse neuronal activity. Punishment is mediated by dopaminergic neurons, and in coincidence with odor-evoked activity transmission by Kenyon cell output synapses is modified. (D) Temperature-dependent suppression of neurotransmitter release using shibire ts , a temperature-sensitive variant of the protein dynamin. 19 A temperature shift from the permissive (22°C) toward the restrictive (30°C) temperature suppresses synaptic vesicle recycling, ultimately causing a disruption of synaptic transmission.


Male-Male Courtship Pattern Shaped By Emergence Of A New Gene In Fruit Flies

When a young gene known as sphinx is inactivated in the common fruit fly, it leads to increased male-male courtship, scientists report in the May 27, 2008, issue of the Proceedings of the National Academy of Sciences. High levels of male-male courtship are widespread in many fly species, but not in Drosophila melanogaster, the tiny insect that has been a mainstay of genetic research for more than a century.

In 2002, the research team of Manyuan Long, professor of ecology and evolution at the University of Chicago, and colleagues discovered that D. melanogaster possessed the sphinx gene--and other fly species did not.

In order to study the function of this two million-year-old gene, Hongzheng Dai and Ying Chen--former graduate students in Long's lab and first authors of this study--created flies with a suppressed version of the sphinx gene, which is expressed in male reproductive glands. Loss of the gene produced no apparent changes.

"The flies looked normal," Long said. But when the researchers put two males that lacked the sphinx gene together, they noticed that the males were "interested in other males."

They repeated the experiment many times, Long said. It consistently produced the same results. Males without sphinx pursued each other more than 10 times longer than did males with a working copy of the gene. They performed all stages of normal male-female courtship--orienting, tapping, singing, licking, attempting--except for copulating.

"Male-male courtship might have been common in the ancestral D. melanogaster population," Long said. "Sphinx appears to have evolved to reduce this in one single species." By silencing this gene, the researchers may have generated an ancestral genotype that existed before sphinx originated.

D. melanogaster separated from related species about three million years ago, the researchers say. Male-male courtship could have been common among the fly's ancestors before that separation up to at lease 25-30 million years ago.

"Species that don't have this gene show more male-male courtship behavior than those that do have it," Long said. "The absence or presence of the sphinx gene appears to regulate the diversity of male-male courtship behavior among flies. This suggests that the genetic control of male courtship is an evolving system, which can recruit new genetic components and change courtship behaviors."

"This is the genetic interpretation," Long said. "Of course other factors, like the environment, are also likely to have an influence."

The scientists also noticed that groups of males without a working copy of sphinx tended to behave differently, often forming chains of flies positioned behind each other. This is a typical male-male courtship behavior, Long said, not seen in male-female relations.

Female flies without sphinx, on the other hand, did not show any changes in reproductive behavior compared to females with sphinx. This is not surprising, the authors say, since the sphinx gene is not expressed in female reproductive tissues.

Normal females were not able to attract the attentions of sphinxless males, which were more interested in each other than in females. But when these males could not complete the copulation process with other males, they would return to the females, Long said.

"Sphinx is not a protein-coding gene, but an RNA gene," Long said. "So, the question is: How do RNA genes interact and regulate other genes" We are exploring this in our lab."

The study was supported by the National Institutes of Health, the National Science Foundation, the David and Lucile Packard Foundation and the Leukemia and Lymphoma Society. Additional authors are Sidi Chen, Qiyan Mao, David Kennedy, Patrick Landback and Wei Du from the University of Chicago and Adam Eyre-Walker from the University of Sussex, Brighton, U.K.

Պատմության աղբյուր ՝

Նյութերը տրամադրել է University of Chicago Medical Center. Նշում. Բովանդակությունը կարող է խմբագրվել ոճի և երկարության համար:


Lethal Gene Keeps Fly Species Separate

Research uncovers new information about the biological processes that help ensure that two fly species don't interbreed.

Pour some cold cream into a cup of hot, black coffee, and you end up with a drink that&rsquos midway between the two ingredients in color, temperature, and flavor. A similar kind of blending can occur if members of closely related species frequently mate with each other, but many species have mechanisms to prevent such mixing. Now, Howard Hughes Medical Institute scientists have discovered one of the few genes that ensures that two species don&rsquot interbreed.

HHMI investigators Harmit Malik of the Fred Hutchinson Cancer Research Center and Jay Shendure of the University of Washington and their colleagues devised a new mutagenesis-based approach to investigate the molecular genetic basis of speciation. They used this approach to identify a gene that kills male offspring that result from mating between two fruit fly species. &ldquoIt&rsquos a pretty big step in our understanding of what is the biological process that leads to incompatibility&rdquo between different species, says Malik. He and his colleagues reported their findings on December 18, 2015, in the journal Գիտություն.

More than 150 years ago, Charles Darwin noted that interbreeding between species could blur their differences. &ldquoSpecies within the same country could hardly have kept distinct had they been capable of crossing freely,&rdquo he wrote in Տեսակների ծագման մասին. A variety of obstacles can prevent species from intermixing, producing what scientists term reproductive isolation. The species may reproduce at different times of the year, for example, or their progeny may die or be sterile, as is the case for mules, the offspring of mating between horses and donkeys. Although researchers have been searching for genes that keep species separate, Malik notes that so far, &ldquothere are very few cases in which we can say, &lsquothis gene is mediating reproductive isolation.&rsquo&rdquo

Two of the genes scientists have uncovered enable the fruit fly Դրոսոֆիլա մելանոգաստեր to remain reproductively isolated from the similar fly species D. simulans. Both species live throughout much of the world, giving them plenty of opportunities to interbreed in the wild. Yet when a female D. melanogaster and a male D. simulans mate, only their female offspring live all of the males die shortly after hatching.

Researchers aren&rsquot sure why the female offspring don&rsquot perish, but they&rsquove shown that the genes Hmr եւ Lhr are partly responsible for the deaths of the hybrid males. Evidence suggested that a third gene was also involved, but nobody had identified it.

Nitin Phadnis, who was a postdoctoral researcher in Malik&rsquos lab and is now on the faculty at the University of Utah, designed an ingenious experiment to ferret out this elusive gene. The team fed male D. simulans flies a chemical that triggers mutations. The researchers hoped that in some flies these alterations would occur in the gene they were searching for and disable it. Although these flies would be extremely rare, the scientists would be able to recognize them because their sons would survive. After nearly two years of crossbreeding flies and sorting through more than 330,000 of their progeny, Malik and colleagues tallied only six living male offspring.

But that was enough to pinpoint the gene. When the scientists sequenced the genomes of these flies, they discovered that all six carried mutations in gfzf, a gene that helps orchestrate cell division. To demonstrate that gfzf was the third killer gene, the researchers engineered female D. melanogaster flies to produce a type of RNA molecule that shuts down the D. simulans -ի տարբերակը gfzf. The team then bred the engineered females with male D. simulans ճանճեր. Some sons from these crosses inherited their mothers&rsquo ability to shut down the D. simulans -ի տարբերակը gfzf. These lucky males didn&rsquot die young, confirming the team&rsquos identification of gfzf.

Malik and colleagues determined that gfzf kills male offspring when they are starting to transform from larvae into adults. Only a small fraction of the cells in a larva produce all of the cells in an adult fly, and these larval cells need to divide rapidly. Այնուամենայնիվ, gfzf curtails cell reproduction in hybrid male offspring, preventing them from generating the new cells required to form an adult body.

&ldquoIt&rsquos so difficult to identify these genes&rdquo that produce reproductive isolation, says Malik. &ldquoI&rsquom hopeful that the strategy we identify in this paper will give us a bounty of genes in the future.&rdquo Malik adds that there&rsquos suggestive evidence that a fourth gene helps the two fly species remain reproductively isolated, and he and his colleagues have begun looking for it.